Відео

Maleje

#jebaćpis

#jebaćpis

#jebaćpis

Jak zostaniesz finalistą lub laureatem to masz 100 procent z biologii na maturze, a część uczelni oferuje specjalne warunki, np. od razu gwarantuje indeks

Już się Pani skontaktowała - za pomocą komentarzy UA-cam. W czym mogę pomóc?

@@ukaszbanasiak4787 Witam dziękuję,posiadam mikroskop Delta Optical BioStage ll Jak rozebrać obiektyw do środka dostał się jakiś paproch a nie mogę znaleźć żadnego filmiku na ten temat Jeśli mógłby Pan przesłać link do takiego filmiku i ogólnie z czyszczeniem mikroskopu będę ogromnie wdzięczna Pozdrawiam

Jako że wszystkie punkty leżą idealnie na prostej (odchylenia są rzędu dziesięciotysięcznych lub mniejsze), to wystarczyło przeprowadzić prostą przez dwa dowolnie wybrane punkty. Jak się to zauważy, to do rozwiązania wystarczy kartka papieru i ołówek.

Konsola PAUP lubi uprościć formę graficzną drzewa. To jest tylko rysunek pomocniczy. Do przeglądania drzew faktycznie wygodnie używać jest FigTree.

Zazwyczaj informacji o sekwencjach nukleotydowych i aminokwasoswych szukamy w GenBank, więcej o białkach w UniProt, natomiast o strukturach makrocząsteczek biologicznych w Protein Data Bank (PDB). Oczywiście są inne bazy, ale na zawodach OB sugerujemy bazy danych i narzędzia, z których Uczestnicy powinni korzystać rozwiązując zadania.

Dziękujemy za dobre słowo! Oczywiście nie może być kodonu stop między fragmentem kodującym znacznik a częścią kodującą właściwe białko, bo jego obecność przerwałaby translację i nie powstałoby białko ze znacznikiem. Jednak po stronie 3' taki kodon stop może być przydatny, ponieważ część wektorów ma sekwencję kodującą znacznik (np. His-tag) zarówno po stronie 5', jak i 3' w stosunku do wprowadzanej sekwencji kodującej białko. Dobierając odpowiednie miejsca restrykcyjne i dbając o obecność lub brak kodonu stop po stronie 3' można mieć His-tag po właściwej stronie docelowego białka.

No tak, faktycznie książę Filip znalazł się w rodowodzie do omawianej wiązki zadań.

Podepne się. W przykładowym zadaniu o kalmodulinie z informatora OB mieliśmy stworzyć m.in. konstrukt który będzie miał znacznik His Tag na końcu N. Zrozumiałam to tak że mieliśmy stworzyć konstrukt który będzie miał znacznik tylko na tym końcu, a nie na końcu C. Jednak wybrano enzym "prawy" Xho1 zamiast tego który znajdował się przy terminatorze (Bpu1102) przez co ten znacznik, jeśli dobrze zrozumiem, pojawi sie również na końcu C, ponieważ nie zostanie wycięty przez enzym. Dlaczego w takim razie nie wybraliśmy enzymu Bpu1102 ? W jaki sposób możemy pozbyć się tego znacznika his tag na końcu C jeśli użyjemy enzymu Xho1?

@Strange things walking Jeśli się da zrobić, tak jak napisano w komentarzu powyżej - zdecydowanie tak. Najlepiej, żeby rekombinowane białko pozbawione było różnych, niepotrzebnych ogonów polipeptydowych. Przy odrobinie nieszczęścia może być tak, że taki ogonek będzie przeszkadzać w pełnieniu funkcji biologicznych. Ale często ogonki kilku aminokwasowe się toleruje, bo w praktyce nie bardzo zmieniają właściwości wyrażanego białka. Na przykład w sekwencjach białek, których struktury są deponowane w PDF nierzadko można zauważyć obecność HHHHHH, co wskazuje na to, że prawdopodobnie zostało oczyszczone za pomocą chromatografii powinowactwa na złożu niklowym. W doborze enzymów restrykcyjnych podczas klonowania bardzo ważne jest to, żeby dobrze one współpracowały w jenym buforze, ale też (i przede wszystkim), żeby po połączeniu z wektorem po odpowiedniej stronie był promotor i terminator. Jeśli "wklei" nam się sekwencja kodująca białko "odwrotnie", pożądanego białka na pewno nie otrzymamy.

@@annloren9208 Problem znacznika na końcu C można bardzo łatwo rozwiązać wstawiając kodon stop za ostatnim kodonem, który chcielibyśmy mieć w sekwencji kodującej a sekwencją rozpoznawaną przez enzym restrykcyjny. Tak więc niezależnie od wybranego enzymu "z prawej strony", jeśli dodamy na "overhangu" kodon stop, znacznika na końcu C nie będzie, mimo obecności sekwencji kodującej go za miejscem restrykcyjnym.

@@takaoishikawa9805 bardzo dziękuję za odpowiedź 😁😁

To jest trudne pytanie, a dobra odpowiedź brzmi "to zależy". Opcją zawsze bezpieczną jest wybrać "Ingnore sites for affected pairwise comparisons", co po prostu usuwa z przyrównania wszelkie kolumny z brakującymi danymi. Druga opcja "Distribute proportionally to unambiguous changes" ma sens w przypadkach, kiedy danych brakuje niewiele, tzn. nie chcemy tracić informacji zawartych w całej kolumnie, jeżeli tylko kilka taksonów ma tam wstawioną przerwę. Wtedy algorytm dokonuje pewnego uśrednienia. Załóżmy, że 80% sekwencji ma A, a 20% T w danej pozycji przyrównania. Odległość każdej z nich do nowej sekwencji z brakującą pozycją (przerwą) jest obliczana na zasadzie średniej ważonej, tzn. tak jakby w tym miejscu na 80% było A, a na 20% T. To oczywiście zaburza obliczoną odległość do tej sekwencji (to tylko uśredniony szacunek), ale ratuje informację zawartą w całej kolumnie przyrównania.

Bardzo dziękuję za informacje.

Bardzo dobre pytanie. Najlepiej sprawdzić wcześniej, czy enzym, który mamy na oku, czasem nie przecina właśnie otwartej ramki odczytu. Jeśli tak się dzieje - warto rozważyć użycie innego enzymu restrykcyjnego. Zazwyczaj wektory mają tzw. polilinker (ang. multiple cloning site), czyli obszar, w którym zgromadzono (specjalnie) wiele unikatowych miejsc restrykcyjnych. Jeśli jeden enzym nie pasuje z wyżej wymienionych powodów, zazwyczaj daje się wybrać inny. Jeśli wciąż jest problem, można rozważyć użycie pierwotnie wybranego enzymu, ale po uprzedniej mutagenezie sekwencji kodującej. Można wprowadzić mutację punktową, która zlikwiduje miejsce restrykcyjne, ale nie zmieni kodowanego w tym obszarze aminokwasu. Można też rozważyć tzw. niedotrawki, czyli potraktować enzymem restrykcyjnym z pełną świadomością tego, że może on przeciąć sekwencję kodującą, ale przez stosunkowo krótki czas. Można wówczas na żelu rozdzielić w pełni strawione fragmenty (przecięta sekwencja kodująca) oraz - przy sporym szczęściu - oraz niedotarawiony fragment, w którym, być może, koniec jest przecięty wybranym enzymem, ale "środek" - nie. Ale to jest absolutna ostateczność. W dzisiejszych czasach można także wykorzystać inne metody klonowania, w których w ogóle się nie używa enzymów restrykcyjnych - np. Gibson assembly albo Overlap-extention PCR. Ale chyba trochę odbiegam od tematu, więc jeśli chciałby Pan o tym więcej, bardzo proszę o pozostawienie komentarza. Pozdrawiam serdecznie Takao Ishikawa

Bardzo często, choć nie zawsze, struktury białek są częścią publikacji. Zazwyczaj szczegółowych metod oczyszczania danego białka można spodziewać się właśnie w publikacji, która jest podana w głównej zakładce w polu „Literature”. Szczegóły dotyczące rozwiązania struktury są natomiast w zakładce „Experiment”.

Również chciałabym poznać odpowiedź na te pytania

Dziękuję! Na ogół obecność kilku aminokwasów nie przeszkadza w pełnieniu funkcji biologicznych przez dane białko. Wątek ten pojawia się w odpowiedziach na inne komentarze, więc zapraszam do zapoznania się z nimi. Oczywiście, co innego, jeśli to jakieś spore fragmenty, które też mogą fałdować w struktury wyższego rzędu, ale póki jest to oligopeptydzik na jednym czy drugim końcu - nie ma to większego (najczęściej, choć nie zawsze) znaczenia. Inaczej takiej kariery nie zrobiłby His-tag, FLAG czy znacznik c-Myc. Jak to w biologii - są wyjątki, ale najczęściej nie są one problemem. Jeśli chodzi o ramkę odczytu i wersję wektora: ja mam u siebie akurat wersję pET28a (mam też w zamrażarce pozostałe, ale wersję "a" mam "na wierzchu", więc z niej najczęściej korzystam). Te wersje po prostu ułatwiają pracę, bo kwestię ramki odczytu można łatwo rozwiązać dobierając odpowiednią wersję do klonowanego fragmentu. Ale obecnie problem ten można rozwiązać po prostu na "overhangu" wstawiając 0, 1 albo 2 dodatkowe nukleotydy między sekwencją kodującą np. His-tag na końcu N (jeszcze na wektorze) a sekwencją kodującą, która jest produktem PCR, i którą chcemy wkleić do tego wektora. Jeśli z analizy sekwencji wyjdzie, że po użyciu danego enzymu restrykcyjnego, będzie spójna ramka odczytu dla obu fragmentów (His-tag i gen) - niczego nie dodajemy. Jeśli wyjdzie nam, że ramki odczytu się "rozjeżdżają", dodajemy 1 albo 2 nukleotydy w starterze do PCR, żeby ramkę dopasować.

Dziękuję Panu i cieszę się, że materiał się przydał. Z naukowym pozdrowieniem!

Można zastąpić programem ClustalO (www.clustal.org/omega/). Jeśli jest konieczny interfejs graficzny (GUI), można użyć programu AliView (ormbunkar.se/aliview/). Rozwiązanie sprawdziłem na macOS Big Sur.

@@takaoishikawa4273 Dziękuję serdecznie za pomoc, znalazłem już alternatywne rozwiązanie w postaci korzystania z maszyny wirtualnej z odpalonym na niej windowsem 10, bo podobne problemy wystąpiły też z paupem i figtree, więc jeśli ktoś miałby analogiczny problem to polecam ten sposób :)

Dzień dobry, dziękuję za ciepłe słowa. Sporo narzędzi można znaleźć na serwerach takich jak: www.expasy.org Oczywistą zaletą jest to, że można korzystać z nich niezależnie od systemu operacyjnego komputera. Nawiązując natomiast do Pana pytania, problem z transkrypcją i odwrotną transkrypcją jest taki, że w zasadzie sprawa - pod względem bioinformatycznym - sprowadza się do zamiany, odpowiednio, T na U albo U na T. Robi to np.: biomodel.uah.es/en/lab/cybertory/analysis/trans.htm Proszę jednak pamiętać, że nawet w bazach danych nierzadko do zapisywania sekwencji nukleotydowych RNA wykorzystuje się oznaczenia zasad azotowych typowych dla DNA. Trzeba więc być czujnym, ale i odpowiednio elastycznym. Gdyby Pan chciał poćwiczyć R, można ten problem rozwiązać dosłownie kilkoma linijkami kodu: # Przygotowanie sekwencji DNA do sprawdzenia skryptu dna <- "AATTGGCC" # Wyświetlenie sekwencji DNA print(dna) # Transkrypcja rna <- gsub("T", "U", dna) # Wyświetlenie sekwencji RNA print(rna) # Odwrotna transkrypcja rt <- gsub("U", "T", rna) # Wyświetlenie sekwencji DNA po odwrotnej transkrypcji print(rt)